Мониторинг метаболизма в стенке толстой кишки после повреждения грудного отдела спинного мозга (экспериментальное исследование)

Цель: изучить динамику метаболических процессов в тканях толстой кишки в остром периоде спинальной травмы.

Материалы и методы: эксперимент проводился на лабораторных животных — крысах линии Wistar (n = 20). Спинальную травму моделировали полным пересечением спинного мозга на уровне Th5-Th6 позвонков. Оценку метаболических изменений в кишечной стенке проводили до травмы, через 3 и 24 часа после пересечения спинного мозга. Метаболизм оценивали in vivo с помощью технологии флуоресцентного времяразрешенного макроимиджинга (макроFLIM) по автофлуоресценции в спектральном канале метаболического кофактора НАД(Ф)Н.

Результаты: зафиксировано статистически значимое (p = 0,041) повышение среднего времени жизни флуоресценции (τm) на 12% и времени жизни длинной компоненты (τ2) кофактора НАД(Ф)Н на 13% (р = 0,008) через 24 часа после травмы. Наблюдаемые с помощью FLIM изменения указывают на рост интенсивности метаболизма в стенке толстой кишки в остром периоде спинальной травмы.

Заключение: впервые в эксперименте in vivo показано, что острый период спинальной травмы сопровождается увеличением метаболической активности в тканях толстой кишки. Выявленные закономерности подтверждают значимость роли толстой кишки в компенсаторных реакциях на спинальную травму, открывают новые возможности терапии в остром периоде травмы спинного мозга.

1. Montoro-Huguet MA, Belloc B, Domínguez-Cajal M. Small and Large Intestine (I): Malabsorption of Nutrients. Nutrients. 2021;13(4):1254–1261. doi: 10.3390/nu13041254

2. Funk MC, Zhou J, Boutros M. Ageing, metabolism and the intestine. EMBO Rep. 2020;21(7):11203–11209. doi: 10.15252/embr.202050047

3. Zhu Y, Cheng J, Yin J, et al. Effects of sacral nerve electrical stimulation on 5-HT and 5-HT3AR/5-HT4R levels in the colon and sacral cord of acute spinal cord injury rat models. Mol Med Rep. 2020;22(2):763–773. doi: 10.3892/mmr.2020.11148;

4. Wulf MJ, Tom VJ. Consequences of spinal cord injury on the sympathetic nervous system. Front Cell Neurosci. 2023;17:239–253. doi: 10.3389/fncel.2023.999253

5. Malhotra R, Ee G, Pang SY, et al. A silent acute abdomen in a patient with spinal cord injury. BMJ Case Rep. 2023;11:13–25. doi: 10.1136/bcr-2013-008548

6. Werner, Claire W, Holmes L. Neuroanatomical Remodeling of Colonic Interstitial Cells of Cajal after Spinal Cord Injury. The FASEB Journal. 2022;16:43–65. doi: 36.10.1096/fasebj.2022

7. Holmes GM, Blanke EN. Gastrointestinal dysfunction after spinal cord injury. Exp Neurol. 2019;320:56–78. doi: 10.1016/j.expneurol.2019.113009

8. Sachdeva R, Kalimullina T, Pawar K. Rectal Application of Lidocaine Reduces the Severity of Autonomic Dysreflexia following Experimental Spinal Cord Injury. J Neurotrauma. 2022;11(7):551– 562. doi: 10.1089/neu.2022.0274

9. Zhang Y, Lang R, Guo S. et al. Intestinal microbiota and melatonin in the treatment of secondary injury and complications after spinal cord injury. Front Neurosci. 2022;9(16):772–790. doi: 10.3389/fnins.2022.981772

10. Shirmanova M.V., Shcheslavskiy V.I., Lukina M.M. Exploring tumor metabolism with time-resolved fluorescence methods: from single cells to a whole tumor. Chapter 3 in “Multimodal optical diagnostics of cancer” (Editors Valery Tuchin, Juergen Popp and Valery Zakharov). 2020; Springer, рр.133-155, ISBN 978-3-030-44594-2

11. Borisov AV, Zakharova OA, Samarinova AA. Criterion of Colorectal Cancer Diagnosis Using Exosome Fluorescence-Lifetime Imaging. Diagnostics (Basel). 2022;12(8):1792–1801. doi: 10.3390/diagnostics12081792

12. Lukina MM, Shimolina LE, Kiselev NM, et al. Interrogation of tumor metabolism in tissue samples ex vivo using fluorescence lifetime imaging of NAD(P)H. Methods Appl Fluoresc. 2019;8(1):14–25. doi: 10.1088/2050-6120/ab4ed8

13. Alfonso-Garcia A, Cevallos SA, Lee JY, et al. Assessment of Murine Colon Inflammation Using Intraluminal Fluorescence Lifetime Imaging. Molecules. 2022;27(4):1317–1321. doi: 10.3390/molecules27041317

14. Ryabkov M, Sizov M, Bederina E, et al. Optical Coherence Tomography Angiography of the Intestine: How to Prevent Motion Artifacts in Open and Laparoscopic Surgery?. Life (Basel). 2023;13(3):705–712. doi: 10.3390/life13030705

15. Rodriguez GM, Gater DR. Neurogenic Bowel and Management after Spinal Cord Injury: A Narrative Review. J Pers Med. 2022;12(7):1141. doi: 10.3390/jpm12071141

16. Cheng J, Li W, Wang Y. Electroacupuncture modulates the intestinal microecology to improve intestinal motility in spinal cord injury rats. Microb Biotechnol. 2022;15(3):862–873. doi: 10.1111/1751-7915.13968

17. Hagenbach U, Luz S, Ghafoor N, et al. The treatment of spasticity with Delta9-tetrahydrocannabinol in persons with spinal cord injury. Spinal Cord. 2007;45(8):551–562. doi: 10.1038/sj.sc.3101982

18. Rodriguez GM, Gater DR. Neurogenic Bowel and Management after Spinal Cord Injury: A Narrative Review. J Pers Med. 2022;12(7):1141. doi: 10.3390/jpm12071141

19. Cao G, Konrad RJ, Li SD. Glycerolipid acyltransferases in triglyceride metabolism and energy homeostasis-potential as drug targets. Endocr Metab Immune Disord Drug Targets. 2012;12(2):197–206. doi: 10.2174/187153012800493459

20. Datta R, Heaster TM, Sharick JT. Fluorescence lifetime imaging microscopy: fundamentals and advances in instrumentation, analysis, and applications. J Biomed Opt. 2020;25(7):1–43. doi: 10.1117/1.JBO.25.7.071203

21. Shcheslavskiy VI. Fluorescence time-resolved macroimaging. Opt Lett. 2018;43(13):3152–3155. doi: 10.1364/OL.43.003152

22. Berezin MY, Achilefu S. Fluorescence lifetime measurements and biological imaging. Chem Rev. 2020;110(5):2641–2684. doi: 10.1021/cr900343z

23. Shcheslavskiy VI, Shirmanova MV, Dudenkova VV. Fluorescence time-resolved macroimaging. Opt Lett. 2018;43(13):3152–3155. doi: 10.1364/OL.43.003152

24. Минаков А.Н. Экспериментальное моделирование травмы спинного мозга у лабораторных крыс. Acta Naturae. 2018;10(3):38–46.

25. Балеев М.С. Дисфункция пищеварительного тракта в остром периоде травмы спинного мозга (обзор литературы). Политравма. 2021;3:82–90. doi: 10.24412/1819-1495-2021-3-82-90

26. White AR, Werner CM, Holmes GM. Diminished enteric neuromuscular transmission in the distal colon following experimental spinal cord injury. Exp Neurol. 2020;331:113377. doi: 10.1016/j.expneurol.2020.113377

27. Lefèvre C, Bessard A, Aubert P, et al. Enteric Nervous System Remodeling in a Rat Model of Spinal Cord Injury: A Pilot Study. Neurotrauma Rep. 2020;1(1):125–136. doi: 10.1089/neur.2020.0041

28. Hoey RF, Hubscher CH. Investigation of Bowel Function with Anorectal Manometry in a Rat Spinal Cord Contusion Model. J Neurotrauma. 2020;37(18):1971–1982. doi: 10.1089/neu.2020.7145

29. White AR, Holmes GM. Investigating neurogenic bowel in experimental spinal cord injury: where to begin? Neural Regen Res. 2019;14(2):222–226. doi: 10.4103/1673-5374.244779

30. Sachdeva R, Kalimullina T, Pawar K. Rectal Application of Lidocaine Reduces the Severity of Autonomic Dysreflexia following Experimental Spinal Cord Injury. J Neurotrauma. 2022;11(7):551– 562. doi: 10.1089/neu.2022.0274